A. 细胞汇合率是什么意思
细胞长满瓶底就是汇合.，见图左下角：
B. 细胞生长至70%融合度什么意思，求解释
70%融合度一般指细胞贴壁并且完全舒展以后，细胞所占的面积是培养表面面积的70%左右。
C. 细胞生长至70%融合度什么意思
细胞生长抑制率，公式是（生长抑制率＝1－药物组A570nm值/对照组A570nm值）
PS：A570nm 就是菌悬液在分光光度计570nm处的吸光。
D. 如何养293、293T系列的细胞
将细胞培养瓶竖立放置，吸走培养基，如果培养基中的脱落细胞较多，说明细胞现在很容易脱落，只要加入1ml的PBS+EDTA(0.02%)，来回轻微晃动培养瓶直到细胞完全脱落，加入10mlMEM，混匀，不能吹打，分装2瓶。
如果细胞没长满就脱落，则只需加入5mlMEM，不分装。如果培养瓶中的细胞贴壁较牢固，培养基上清没有细胞脱落碎片，且细胞长满达到80％以上，吸走培养基，加入5ml的PBS+EDTA(0.02%)，迅速轻微晃动，竖立培养瓶，吸走，加入1ml0.05%胰酶，37度消化不超过3min。
(4)细胞汇合率70是多少图片扩展阅读：
注意事项：
1、尽量用早期的细胞，传代太多状态不好，产毒也不好，贴壁困难。
2、塑料的瓶子，DMEM+10%的小牛血清即可，要求并不高，ATCC上有详细的培养方法。
3、主要是传代，胰酶消化点到即止，不能和其它成纤维细胞一样。
4、细胞代数越高生长越快，同时性状和原代差别也更大。一般2-3天传代一次比较合适。
5、传代时细胞密度在80%左右比较好，如果超过90%融合再传会影响细胞状态。
E. 如何判断细胞是否处于对数生长期
判断细胞是否处于对数生长期的方法：
1.
细胞汇合度达到70%-80%时基本上是出于对数期，在显微镜下一观察就可以
。
2.
做生长曲线一作图。
3.
细胞计数知，养上几个孔的细胞，每隔1-2天消化一个孔的细胞下来用台盼蓝染色血球计数板计数。
4.
如果是简单的判断一下，要搞清楚细胞生长的不同时道期，刚开始细胞生长一般是悬浮的，后来贴壁生长，直到生长到长满瓶底80%时间都是对数期。
细胞的对数生长期：
对数生长期是指细胞在一定的环境下经过了短暂的适应期,进而快速生长的时期，此时期营养充足，细胞会以对数生长，假如原来只有一个细胞,进入对数期以后就会变为两回个，两个再变为四个，四个变为八个...即以2的N次方的速度生长(N为细胞的分裂次数)。在对数期生长速率远远大于死亡速率，所以在对数期最显着地特征就是细胞的数目大量增加，但当细胞经过一定时间的生长会消耗掉营养物质，产生大量的次答生代谢产物使得pH值下降，其生长环境变得恶劣，此时生长速度下降，生长速率和死亡速率平衡，细胞的总个数基本保持不变，细胞的对数生长期结束进入平台期。
F. 怎样解决RAW264.7转染效率低的问题
其实RAW264.7细胞转染效率低怎样提高转染效率一直是困扰实验者的一道难题，特别对于比较大的质粒DNA的转染更是困难；我们实验室用Zeta Life Advanced DNA RNAAD600075转染raw 264.7细胞整理了一套优化方案希望对大家转染raw 264.7细胞提高转染效率有一定的帮助。
下图是在6孔板转9000bp左右的pcDNA3.1-GFP到RAW264.7细胞的荧光和细胞明场图片。
提高转染raw 264.7细胞条件如下
一、质粒DNA准备
1、质粒DNA浓度700ng/ul（注意：①溶解于无菌双蒸水或超纯水；②无内毒素），我用QIAGEN试剂盒除去的内毒素
二、操作流程
1、先将细胞接种到细胞培养板，细胞汇合度在70%左右，再进行转染。
2、复合物制备：将质粒DNA与Zeta Life Advanced DNA RNAAD600075转染试剂按照1:1（11ug:11ul）关系直接混合，用移液器吹吸10-15次混匀，室温静止10-15分钟。
3、将复合物加入完全培养基的细胞培养板，并轻轻混匀，放入培养箱中继续培养（不建议把复合物加入到无血清的培养基里面，我后期会进一步摸索此条件）。
4、转染24小时后对细胞进行正常换液。
5、质粒DNA转染48小时后荧光检测转染效率
三、注意事项：
1细胞培养基：Zeta Life胎牛血清z7181-500，GibcoDMEM;
2本转染方法不适用在下面转染试剂的转染如：lipo3000、,FuGENE 6、FuGENE HD、Effectene等；
G. 细胞生长至70%融合度什么意思，求解释
看来你是想做化学转染，对不对？
70%融合度一般指细胞贴壁并且完全舒展以后，细胞所占的面积是培养表面面积的70%左右。
判断融合度，主观性很高啦
H. 经验总结：细胞转染那些事儿
细胞转染对初接触细胞实验的科研人员而言，是一道难过的坎儿，细胞转染率低的话，你珍贵的细胞可能就只能扔掉了。
大家都知道，细胞是由带负电荷的磷脂双分子层构成，这对大分子物质来说是个不可透过的屏障，比如DNA和RNA的磷酸骨架，为了使核酸穿过细胞膜，开发了多种技术，大致可分为物理介导、化学介导和生物介导。
几种常见的转染方法：
1、脂质体转染法
阳离子脂质体表面带正电荷，能与核酸的磷酸根通过静电作用，将DNA分子包裹入内，形成DNA脂复合物，也能被表面带负电的细胞膜吸附，再通过融合或细胞内吞进入细胞。脂质体转染适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前实验室最方便的转染方法之一，其转染率较高，优于磷酸钙法。
2、磷酸钙共沉淀法
该方法可重复性差，而且磷酸钙溶液对温度、pH和缓冲盐浓度的变化十分敏感，对细胞尤其是原代细胞毒性较大，也不能采用RPMI培养基，因为其含有高浓度的磷酸盐。
3、电穿孔转染法
电流能够可逆地击穿细胞膜形成瞬时的小孔促使DNA分子进入胞内，这种方法就是电穿孔。
当遇到某些脂质体转染效率很低或几乎无法转入时可以用电穿孔法转染。
一般情况下，高电场强度会杀死50%-70% 的细胞。现在针对细胞死亡开发出了一种电转保护剂，可以大大的降低细胞的死亡率，同时提高电穿孔转染效率。
4、病毒感染
对于脂质体转染与电穿孔转染都无法成功转染的细胞系可以采用病毒感染，腺病毒，腺相关病毒，逆转录病毒和慢病毒载体已广泛用于哺乳动物细胞体内外的基因转染，转染效率比较高，适用于较难转染的细胞。
但是插入的片段长度有一定限制，最重要的是技术难度比较高，在一般实验室中很难普及，而且某些病毒起效时间比较慢，跟不上细胞这种快速繁殖的速度，如果只是做简单细胞系的转染性价比不高。
没有一种方法适用于所有的细胞和实验，理想的方法应根据细胞类型和实验需要进行选择，如果只是在细胞水平做，而且用的是简单细胞系，那么脂质体转染是综合比较起来不错的一个方法。
所以，我们主要来探讨一下脂质体转染：
进行实验之前，请先规划好你的实验，一般细胞转染需要24h-72h，所以要充分了解细胞生长速度，计算所需脂质体和DNA的储备量，并确认有足够的下列材料：Opti-MEM无血清培养基，Lipofectamine转染试剂，以及DNA，这个一定要确认好，否则生气都没办法怪别人。
做好以上准备后，具体的操作步骤如下：
1、细胞铺板
(1)一般会选择复苏细胞传代3-4次(汇合率达到90%之前对细胞进行传代，不要长到100%)，从解冻过程中恢复过来可以稳定生长的细胞进行细胞转染，传代次数高(>30-40)时，细胞的生长速度和形态会改变。
(2)如果提总蛋白，一般选择六孔板进行转染，因为转染的细胞提取蛋白的总量能达到200ug，一般够做并且需要的DNA和Lipofectamine又相对比较少。
(3)传代条件取决于所用的细胞系。对于快速生长的细胞，倍增时间为16小时(如HEK293)。对于生长缓慢的细胞，倍增时间为36小时(如原代细胞)。
(4)转染当天，将细胞铺板。如果在转染前一天或更早时间铺板，转染效率可能下降，如果是简单细胞系的转染，可以直接在前一天晚上铺板，第二天来转染。转染时，细胞密度会影响转染效率，细胞密度保持在汇合率为70-90%(这个前提是转染24h，如果转染48h则需要汇合率为50-70%)，细胞的铺板和转染也可同时进行。
2、细胞转染
吸去培养皿中的培养基，用PBS或者无血清培养基清洗一次。更换无血清培养基。准备转染制备液，用灭菌后的EP管制备。
以六孔板为例，A液：用200μl Opti-MEM稀释4μg质粒;B液:用200μl Opti-MEM稀释10μl lipo2000，分别将A液、B液轻轻混匀，静置5min，吸取B液加入至A液中，轻轻混匀，室温静置20min。
加入转染试剂到每个孔的培养基中，6h后，更换成完全培养基，继续培养到24-48小时(不同的质粒和脂质体最佳搭配比例不同，转染前，应该摸一个最佳配比。质粒：脂质体=1：1，1：1.5，1：2，1：2.5，1：3，1：3.5的梯度比例来检测最佳转染比例，一般质粒有带荧光，可以通过观察每组荧光强弱来判断转染效率)。以下为不同规格的培养板需要加DNA和lipo2000的量。
转染时，应使用优质质粒：
1、通过测量OD 值来确定DNA纯度和浓度，测得的OD值应介于1.7-1.9之间。脂质体转染基于电荷吸引原理，如果DNA不纯，如带少量的盐离子，蛋白，代谢物污染都会显着影响转染复合物的有效形成及转染的进行。
2、含有内毒素的质粒对细胞有很大的毒性作用。
转染时，小心轻柔的将lipo2000加到培养基中并轻轻混匀，避免粗暴用力吹打，会导致脂质体失效。
血清一度曾被认为会降低转染效率，老一代的转染方法往往要求转染前后用PBS洗细胞然后在无血清培养基条件下转染，但有些对此敏感的细胞会受到损伤，甚至死亡(比如贴壁较差的细胞，在PBS洗涤时很容易冲刷细胞)导致转染效率极低。
不过转染产品配方几经革新后的今天，对于主流的转染试剂来说，血清的存在已经不会影响转染效率，甚至还有助于提高转染效率，但是血清的存在会影响DNA-转染复合物的形成，在DNA-转染复合物形成时需用无血清培养基opti-MEM来稀释DNA和转染试剂，在转染过程中是可以使用血清的。
转染后6小时更换培养基，因为lipo2000具有一定毒性。
细胞培养过程中往往会添加抗生素来预防污染，但是抗生素可能对转染造成困扰。比如青霉素和链霉素，青链霉素是我们常用来预防污染的抗生素，就会影响转染，虽然这些抗生素一般情况下对于真核细胞无毒，但当转染试剂增加了细胞的通透性时，就会使抗生素也进入细胞从而间接导致细胞死亡，造成转染效率低。
目前转染试剂有些已经可以全程都用有血清和抗生素的完全培养基来操作，非常方便，省去了污染等麻烦。
3、观察转染的效果
在转染后24小时，用荧光显微镜观察实验结果并记录荧光蛋白表达情况，如下图所示，说明转染成功，且转染效率还可以，如果不带有荧光，可以用GFP来对照，可以放在一个单独的孔中，或是与目标质粒共转染，同时用Q-PCR和者WB来检测。
转染后发现转染效率不高，可以通过两种方法：
1、复转染，即转染后12-24小时再次进行转染，前提是该细胞对脂质体的耐受性较好，转染后细胞死亡数较少。
2、通过药筛来杀死未转入成功的细胞。前提是该质粒带有抗生素抗性的基因。
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