A. 細胞匯合率是什麼意思
細胞長滿瓶底就是匯合.，見圖左下角：
B. 細胞生長至70%融合度什麼意思，求解釋
70%融合度一般指細胞貼壁並且完全舒展以後，細胞所佔的面積是培養表面面積的70%左右。
C. 細胞生長至70%融合度什麼意思
細胞生長抑制率，公式是（生長抑制率＝1－葯物組A570nm值/對照組A570nm值）
PS：A570nm 就是菌懸液在分光光度計570nm處的吸光。
D. 如何養293、293T系列的細胞
將細胞培養瓶豎立放置，吸走培養基，如果培養基中的脫落細胞較多，說明細胞現在很容易脫落，只要加入1ml的PBS+EDTA(0.02%)，來回輕微晃動培養瓶直到細胞完全脫落，加入10mlMEM，混勻，不能吹打，分裝2瓶。
如果細胞沒長滿就脫落，則只需加入5mlMEM，不分裝。如果培養瓶中的細胞貼壁較牢固，培養基上清沒有細胞脫落碎片，且細胞長滿達到80％以上，吸走培養基，加入5ml的PBS+EDTA(0.02%)，迅速輕微晃動，豎立培養瓶，吸走，加入1ml0.05%胰酶，37度消化不超過3min。
(4)細胞匯合率70是多少圖片擴展閱讀：
注意事項：
1、盡量用早期的細胞，傳代太多狀態不好，產毒也不好，貼壁困難。
2、塑料的瓶子，DMEM+10%的小牛血清即可，要求並不高，ATCC上有詳細的培養方法。
3、主要是傳代，胰酶消化點到即止，不能和其它成纖維細胞一樣。
4、細胞代數越高生長越快，同時性狀和原代差別也更大。一般2-3天傳代一次比較合適。
5、傳代時細胞密度在80%左右比較好，如果超過90%融合再傳會影響細胞狀態。
E. 如何判斷細胞是否處於對數生長期
判斷細胞是否處於對數生長期的方法：
1.
細胞匯合度達到70%-80%時基本上是出於對數期，在顯微鏡下一觀察就可以
。
2.
做生長曲線一作圖。
3.
細胞計數知，養上幾個孔的細胞，每隔1-2天消化一個孔的細胞下來用台盼藍染色血球計數板計數。
4.
如果是簡單的判斷一下，要搞清楚細胞生長的不同時道期，剛開始細胞生長一般是懸浮的，後來貼壁生長，直到生長到長滿瓶底80%時間都是對數期。
細胞的對數生長期：
對數生長期是指細胞在一定的環境下經過了短暫的適應期,進而快速生長的時期，此時期營養充足，細胞會以對數生長，假如原來只有一個細胞,進入對數期以後就會變為兩回個，兩個再變為四個，四個變為八個...即以2的N次方的速度生長(N為細胞的分裂次數)。在對數期生長速率遠遠大於死亡速率，所以在對數期最顯著地特徵就是細胞的數目大量增加，但當細胞經過一定時間的生長會消耗掉營養物質，產生大量的次答生代謝產物使得pH值下降，其生長環境變得惡劣，此時生長速度下降，生長速率和死亡速率平衡，細胞的總個數基本保持不變，細胞的對數生長期結束進入平台期。
F. 怎樣解決RAW264.7轉染效率低的問題
其實RAW264.7細胞轉染效率低怎樣提高轉染效率一直是困擾實驗者的一道難題，特別對於比較大的質粒DNA的轉染更是困難；我們實驗室用Zeta Life Advanced DNA RNAAD600075轉染raw 264.7細胞整理了一套優化方案希望對大家轉染raw 264.7細胞提高轉染效率有一定的幫助。
下圖是在6孔板轉9000bp左右的pcDNA3.1-GFP到RAW264.7細胞的熒光和細胞明場圖片。
提高轉染raw 264.7細胞條件如下
一、質粒DNA准備
1、質粒DNA濃度700ng/ul（注意：①溶解於無菌雙蒸水或超純水；②無內毒素），我用QIAGEN試劑盒除去的內毒素
二、操作流程
1、先將細胞接種到細胞培養板，細胞匯合度在70%左右，再進行轉染。
2、復合物制備：將質粒DNA與Zeta Life Advanced DNA RNAAD600075轉染試劑按照1:1（11ug:11ul）關系直接混合，用移液器吹吸10-15次混勻，室溫靜止10-15分鍾。
3、將復合物加入完全培養基的細胞培養板，並輕輕混勻，放入培養箱中繼續培養（不建議把復合物加入到無血清的培養基裡面，我後期會進一步摸索此條件）。
4、轉染24小時後對細胞進行正常換液。
5、質粒DNA轉染48小時後熒光檢測轉染效率
三、注意事項：
1細胞培養基：Zeta Life胎牛血清z7181-500，GibcoDMEM;
2本轉染方法不適用在下面轉染試劑的轉染如：lipo3000、,FuGENE 6、FuGENE HD、Effectene等；
G. 細胞生長至70%融合度什麼意思，求解釋
看來你是想做化學轉染，對不對？
70%融合度一般指細胞貼壁並且完全舒展以後，細胞所佔的面積是培養表面面積的70%左右。
判斷融合度，主觀性很高啦
H. 經驗總結：細胞轉染那些事兒
細胞轉染對初接觸細胞實驗的科研人員而言，是一道難過的坎兒，細胞轉染率低的話，你珍貴的細胞可能就只能扔掉了。
大家都知道，細胞是由帶負電荷的磷脂雙分子層構成，這對大分子物質來說是個不可透過的屏障，比如DNA和RNA的磷酸骨架，為了使核酸穿過細胞膜，開發了多種技術，大致可分為物理介導、化學介導和生物介導。
幾種常見的轉染方法：
1、脂質體轉染法
陽離子脂質體表面帶正電荷，能與核酸的磷酸根通過靜電作用，將DNA分子包裹入內，形成DNA脂復合物，也能被表面帶負電的細胞膜吸附，再通過融合或細胞內吞進入細胞。脂質體轉染適用於把DNA轉染入懸浮或貼壁培養細胞中，是目前實驗室最方便的轉染方法之一，其轉染率較高，優於磷酸鈣法。
2、磷酸鈣共沉澱法
該方法可重復性差，而且磷酸鈣溶液對溫度、pH和緩沖鹽濃度的變化十分敏感，對細胞尤其是原代細胞毒性較大，也不能採用RPMI培養基，因為其含有高濃度的磷酸鹽。
3、電穿孔轉染法
電流能夠可逆地擊穿細胞膜形成瞬時的小孔促使DNA分子進入胞內，這種方法就是電穿孔。
當遇到某些脂質體轉染效率很低或幾乎無法轉入時可以用電穿孔法轉染。
一般情況下，高電場強度會殺死50%-70% 的細胞。現在針對細胞死亡開發出了一種電轉保護劑，可以大大的降低細胞的死亡率，同時提高電穿孔轉染效率。
4、病毒感染
對於脂質體轉染與電穿孔轉染都無法成功轉染的細胞系可以採用病毒感染，腺病毒，腺相關病毒，逆轉錄病毒和慢病毒載體已廣泛用於哺乳動物細胞體內外的基因轉染，轉染效率比較高，適用於較難轉染的細胞。
但是插入的片段長度有一定限制，最重要的是技術難度比較高，在一般實驗室中很難普及，而且某些病毒起效時間比較慢，跟不上細胞這種快速繁殖的速度，如果只是做簡單細胞系的轉染性價比不高。
沒有一種方法適用於所有的細胞和實驗，理想的方法應根據細胞類型和實驗需要進行選擇，如果只是在細胞水平做，而且用的是簡單細胞系，那麼脂質體轉染是綜合比較起來不錯的一個方法。
所以，我們主要來探討一下脂質體轉染：
進行實驗之前，請先規劃好你的實驗，一般細胞轉染需要24h-72h，所以要充分了解細胞生長速度，計算所需脂質體和DNA的儲備量，並確認有足夠的下列材料：Opti-MEM無血清培養基，Lipofectamine轉染試劑，以及DNA，這個一定要確認好，否則生氣都沒辦法怪別人。
做好以上准備後，具體的操作步驟如下：
1、細胞鋪板
(1)一般會選擇復甦細胞傳代3-4次(匯合率達到90%之前對細胞進行傳代，不要長到100%)，從解凍過程中恢復過來可以穩定生長的細胞進行細胞轉染，傳代次數高(>30-40)時，細胞的生長速度和形態會改變。
(2)如果提總蛋白，一般選擇六孔板進行轉染，因為轉染的細胞提取蛋白的總量能達到200ug，一般夠做並且需要的DNA和Lipofectamine又相對比較少。
(3)傳代條件取決於所用的細胞系。對於快速生長的細胞，倍增時間為16小時(如HEK293)。對於生長緩慢的細胞，倍增時間為36小時(如原代細胞)。
(4)轉染當天，將細胞鋪板。如果在轉染前一天或更早時間鋪板，轉染效率可能下降，如果是簡單細胞系的轉染，可以直接在前一天晚上鋪板，第二天來轉染。轉染時，細胞密度會影響轉染效率，細胞密度保持在匯合率為70-90%(這個前提是轉染24h，如果轉染48h則需要匯合率為50-70%)，細胞的鋪板和轉染也可同時進行。
2、細胞轉染
吸去培養皿中的培養基，用PBS或者無血清培養基清洗一次。更換無血清培養基。准備轉染制備液，用滅菌後的EP管制備。
以六孔板為例，A液：用200μl Opti-MEM稀釋4μg質粒;B液:用200μl Opti-MEM稀釋10μl lipo2000，分別將A液、B液輕輕混勻，靜置5min，吸取B液加入至A液中，輕輕混勻，室溫靜置20min。
加入轉染試劑到每個孔的培養基中，6h後，更換成完全培養基，繼續培養到24-48小時(不同的質粒和脂質體最佳搭配比例不同，轉染前，應該摸一個最佳配比。質粒：脂質體=1：1，1：1.5，1：2，1：2.5，1：3，1：3.5的梯度比例來檢測最佳轉染比例，一般質粒有帶熒光，可以通過觀察每組熒光強弱來判斷轉染效率)。以下為不同規格的培養板需要加DNA和lipo2000的量。
轉染時，應使用優質質粒：
1、通過測量OD 值來確定DNA純度和濃度，測得的OD值應介於1.7-1.9之間。脂質體轉染基於電荷吸引原理，如果DNA不純，如帶少量的鹽離子，蛋白，代謝物污染都會顯著影響轉染復合物的有效形成及轉染的進行。
2、含有內毒素的質粒對細胞有很大的毒性作用。
轉染時，小心輕柔的將lipo2000加到培養基中並輕輕混勻，避免粗暴用力吹打，會導致脂質體失效。
血清一度曾被認為會降低轉染效率，老一代的轉染方法往往要求轉染前後用PBS洗細胞然後在無血清培養基條件下轉染，但有些對此敏感的細胞會受到損傷，甚至死亡(比如貼壁較差的細胞，在PBS洗滌時很容易沖刷細胞)導致轉染效率極低。
不過轉染產品配方幾經革新後的今天，對於主流的轉染試劑來說，血清的存在已經不會影響轉染效率，甚至還有助於提高轉染效率，但是血清的存在會影響DNA-轉染復合物的形成，在DNA-轉染復合物形成時需用無血清培養基opti-MEM來稀釋DNA和轉染試劑，在轉染過程中是可以使用血清的。
轉染後6小時更換培養基，因為lipo2000具有一定毒性。
細胞培養過程中往往會添加抗生素來預防污染，但是抗生素可能對轉染造成困擾。比如青黴素和鏈黴素，青鏈黴素是我們常用來預防污染的抗生素，就會影響轉染，雖然這些抗生素一般情況下對於真核細胞無毒，但當轉染試劑增加了細胞的通透性時，就會使抗生素也進入細胞從而間接導致細胞死亡，造成轉染效率低。
目前轉染試劑有些已經可以全程都用有血清和抗生素的完全培養基來操作，非常方便，省去了污染等麻煩。
3、觀察轉染的效果
在轉染後24小時，用熒光顯微鏡觀察實驗結果並記錄熒光蛋白表達情況，如下圖所示，說明轉染成功，且轉染效率還可以，如果不帶有熒光，可以用GFP來對照，可以放在一個單獨的孔中，或是與目標質粒共轉染，同時用Q-PCR和者WB來檢測。
轉染後發現轉染效率不高，可以通過兩種方法：
1、復轉染，即轉染後12-24小時再次進行轉染，前提是該細胞對脂質體的耐受性較好，轉染後細胞死亡數較少。
2、通過葯篩來殺死未轉入成功的細胞。前提是該質粒帶有抗生素抗性的基因。
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